土人参组织培养研究进展

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摘要 介绍了土人参组织培养的研究概况，阐述了影响土人参组织培养的主要因素，其中对外植体的选择及灭菌、愈伤组织诱导、再生植株诱导、快速繁殖、生根培养中的培养基及激素的选择、组培苗移栽等相关研究进行综述，论述了土人参组织培养中存在的问题，并就今后相关研究提出一些建议。

关键词 土人参；组织培养；研究进展

中图分类号 S567.53；Q813.12 文献标识码 A 文章编号 1007-5739（2016）11-0099-02

土人参[Talinum paniculatum（Jacq.）Gaertn.]为马齿苋科土人参属植物，一年生或多年生草本植物。原产热带美洲，我国中部和南部均有栽植[1]，嫩茎、叶可作蔬菜食用，口感清脆，味道鲜嫩[2]；根可入药，滋补强壮。研究表明，土人参对抗氧化、抗衰老与提高免疫力起明显的作用[3-4]。土人参野外资源丰富，适应性强，可粗放管理[5]，病虫害发生较少，是值得大力推广的无公害蔬菜品种[6]。目前土人参生产上常规繁殖方法为种子繁殖或扦插繁殖，繁殖系数较低，难以满足规模生产的需求。组织培养快繁技术不仅能保持品种的优良特性，还可周年繁殖，在较短时间内，繁育出大批种苗[7]。

1 外植体选择与处理

1.1 外植体选择

目前组织培养已经获得成功的植物，外植体几乎包括了植物体的各个部位。由于外植体生理状态、时间、取材部位不同，其分化再生的能力及对外界诱导反应的能力也不同[8]。很多学者利用土人参不同外植体进行再生体系的建立，其中包括叶片[9-15]、茎段[6，9-15]、茎尖[16-17]、花梗[10]、种子[13-15]和果实[11]。

1.2 外植体的灭菌

目前的文献报道显示，在对土人参进行离体培养时，首先取生长健壮植株的外植体，用流水冲洗1 h[11]。对外植体的处理多采用乙醇结合升汞共同灭菌的方法，基本上可达到无菌的要求[6，9-12，14，17]。江富成等[18]将土人参种子进行以下处理进行消毒：用0.5% KMnO4溶液消毒30 min，双蒸水漂洗3次，密封放入4 ℃冰箱春化处理4 d。接种前，种子先用双蒸水和吐温按10∶1的比例清洗10 min，再用双蒸水洗2～3次。

2 愈伤组织诱导

在诱导土人参愈伤组织时，多以无菌苗的种子、叶片、花梗、幼茎为外植体材料，以MS培养基为基本培养基，碳源主要为蔗糖，质量浓度通常为30 g/L，琼脂质量浓度为6～8 g/L，添加KT、6-BA、2，4-D、NAA等植物生长调节剂，在23～27 ℃条件下，室内散射光或黑暗条件下诱导愈伤组织的发生。

张相岐等[9-10]利用土人参幼茎和花梗为外植体进行愈伤组织诱导时发现，在MS+2，4-D 1.0～2.0 mg/L+6-BA 0.7 mg/L诱导培养基上，在室内散射光下，1周长出结构疏松的、白色的愈伤组织，诱导率为75%～90%，生长速度快。赵 俊等[11]在研究中发现土人参不同外植体中，叶片、茎段愈伤组织诱导效果最好，在MS+NAA 1.0 mg/L+6-BA 1.0～2.0 mg/L培养基上，出愈率可达100%。他们进一步比较了不同激素对外植体愈伤组织诱导及继代培养的影响[12]，最终选择了叶片愈伤组织进行细胞悬浮培养，可产生浅黄色、疏松愈伤组织，且愈伤诱导率高达100%。杨鹭生等[17]用茎尖进行愈伤组织的诱导，在MS+NAA 0.5 mg/L培养基中，添加KT 2.0 mg/L或6-BA 2.0～3.0 mg/L进行培养，光照12 h/d，1周后均有愈伤组织的形成。邓小翔[15]利用土人参茎段、顶芽、叶片进行愈伤组织诱导，发现叶片是诱导愈伤组织的最佳外植体，最佳培养基为MS+2，4-D 1.0 mg/L+NAA 1.5 mg/L+AgNO3 5.5 mg/L，诱导率最高达到100%，愈伤组织的分化率达到76.7%。

3 再生植株诱导

从前人研究结果可知，在合理的培养基配方下，土人参愈伤组织诱导和诱导分化都较为容易。张相岐等[9-10]在对土人参组培的研究中，当愈伤组织长至5～10 mm转入分化培养基，发现在低浓度的6-BA（0.5～0.7 mg/L）条件下，愈伤组织能分化出不定芽，GA3（赤霉素）对幼芽的进一步生长发育有明显的促进作用。温昀斐等[14]以土人参种子、嫩茎和叶片作为外植体进行诱导，发现以种子为佳，在培养基MS+6-BA 3.0 mg/L中培养1～2周后能诱导出优质的丛生芽。杨鹭生等[17]利用MS+NAA 0.5 mg/L+6-BA 3.0 mg/L培养基上成功分化出大量的不定芽，1丛可达15～18个芽。胡晓文等[6]比较了不同培养基对愈伤组织分化的效果，发现在MS+6-BA 0.5 mg/L+NAA 0.1 mg/L中，每块愈伤组织上产生6～8个芽，苗的质量较好。邓小翔[15]利用培养基MS+6-BA 3.0 mg/L对土人参愈伤组织进行分化，分化率达90%，植株健壮，长势良好。第1次继代的愈伤组织分化率最高，随着继代次数增加分化率递减。

4 快速繁殖

目前报道的方法多采用以腋芽、茎尖作为外植体诱导丛生芽，以带叶茎段诱导生根，从而实现快速繁殖的目的。继代培养受糖浓度、pH值、激素配比的影响。适宜的激素种类和浓度配比是土人参腋芽萌发和丛生芽增殖的关键。

张相岐等[10]将土人参试管苗切段，每3周扩繁1次，培养基为MS+NAA 0.2 mg/L+6-BA 0.7 mg/L，生长迅速，繁殖系数为6.7。温昀斐等[14]将种子诱导的丛生芽选用培养基MS+NAA 1.0 mg/L+6-BA 3.0 mg/L+PP333（多效唑）1.5 mg/L进行增殖，能产生茎较粗，叶片较大的丛生芽，鲜质量增长率为483.15%。杨鹭生[17]将土人参单芽或有2～3个芽的小丛在培养基MS+6-BA 2.0 mg/L进行增殖，增值率为10～13倍，芽粗壮，苗绿，生长速度快。胡晓文等[6]将土人参茎段接入MS+NAA 0.1 mg/L+6-BA 0.5 mg/L培养基中进行增殖，形成丛芽数量多，苗的质量也较好。邓小翔[15]选用MS+NAA 0.5 mg/L+6-BA 3.0 mg/L+食用白糖3%作为试管苗的增殖配方，增殖率达到256.7%，植株健壮，叶片较绿，生长茂盛。

5 生根培养及移栽炼苗技术研究

试验证明，大部分植物在生根培养过程中通过降低无机盐浓度和调整基本培养基组成可以促进生根[19]。目前，生根壮苗较常用的基本培养基有MS和1/2MS。得到已生根的无菌苗后，炼苗2～4 d，即可移栽到适合的基质中，注意温度、湿度和水肥管理，成活率能达到90%以上[6，9-11，14，17]。

张相岐等[9-10]在1/2MS+IBA 2.0 mg/L+IAA 2.0 mg/L+MET（多效唑）1.25 mg/L进行生根培养，相比未加MET的培养基，不定根数量和根毛明显增多，移栽存活率大大提高，表明MET对土人参试管苗有明显的壮苗和壮根作用。赵 俊等[11]将增殖培养得到的丛生芽分成单芽接种到MS+6-BA 1.0 mg/L+IAA 0.1 mg/L进行壮苗培养，约15 d可长成健壮小苗。杨鹭生等[17]在1/2MS中加入2.0 mg/L的NAA，生根率达100%，平均生根10条以上。经过炼苗移栽至灭菌草炭土和珍珠岩（2∶1）基质上，成活率达90%以上。胡晓文等[6]和赵 俊等[11]认为将无根苗接至不添加任何激素的MS中培养对生根最有利，经炼苗后移栽至灭过菌的珍珠岩基质或腐殖土中，成活率90%以上。温昀斐等[14]经筛选后得出最佳生根培养基为MS+NAA 0.5 mg/L+IAA 0.5 mg/L+IBA 1.0 mg/L，根较粗，须根和绒毛较多，移栽成活率100%。邓小翔[15]进行的试验表明，在配方为MS+NAA 2.0 mg/L的培养基中，土人参试管苗根多且粗壮。

6 褐化、玻璃化及其防治

赵 俊等[11]的研究中，土人参愈伤组织诱导及继代培养后期褐化现象较明显，在培养基中添加1 g/L的活性炭可以减缓褐化，但仍不能完全解决褐化问题。其他研究基本未出现褐化现象，可能与对外植体的灭菌方式、时间以及诱导、增殖培养天数有关。关于土人参在组织培养过程中愈伤组织出现玻璃化现象未见文献报道，赖育菠等[13]研究不同培养基配方对防止土人参愈伤组织玻璃化的效果，发现最佳培养基为改良MS（NH4+浓度减半，Ca2+浓度加倍）+2，4-D 2.0 mg/L+NAA 2.0 mg/L+KT 0.5 mg/L+活性炭1.0 g/L+蔗糖30 g/L，可在一定程度上防止土人参愈伤组织玻璃化的发生。

7 问题与展望

随着人们对土人参研究的深入开展以及对其利用价值的逐步认识，其需求量也必将越来越大。土人参通过组织培养能够迅速形成优质种苗而相关技术研究意义重大。目前土人参组织培养中仍存在一些问题：对土人参的发根诱导与培养仅在20世纪90年代有过初步的探索[16]，但对其发根无性系的选育、次生代谢产物的定性定量分析和获取并无后续的研究及相关报道；未对试管苗进行移栽大田试验，没有后代植株的农艺形状进行调查分析；未利用组培方法对土人参进行品种的遗传改良等[20-21]。随着对土人参研究的不断深入，以及各种现代生物技术手段的应用，期待这些问题能得到解决，为将来其他研究的开展奠定基础。

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